陈滢锴 张红云,2 彭小玉 陈海兰 王金子 齐豫川
两种猪伪狂犬gE抗体ELISA检测试剂盒效果评价
陈滢锴1张红云1,2彭小玉1陈海兰1王金子2,3齐豫川4
(1.广西大学,广西 南宁 530005;
2.广西璞缔恩葳生物技术有限公司,广西 南宁 530007;
3.广西民族大学海洋与生物技术学院,广西 南宁 530006;
4.中国科技开发院广西分院,广西 南宁 530022)
目的:为了评估A、B两种猪伪狂犬gE抗体ELISA检测试剂盒的检测效果,为猪伪狂犬gE抗体ELISA检测试剂盒提供选择依据。方法:试验将12份待检血清样品进行检测并计算A、B试剂盒的符合率和阳性率;
通过对3份留样血清样品进行梯度稀释、设置平行实验进行检测,评估两种试剂盒的重复性、灵敏度和稳定性。结果:用两种试剂盒检测,样品的阳性率均为33.3%,符合率为100%;
通过稀释留样血清样品的检测和平行试验发现:用A试剂盒检测两份样品,检出显示阳性的最低稀释度分别为1∶64和1∶16;
用B试剂盒检测2份样品,检出显阳性的最低稀释度分别为1∶32和1∶8。结论:两种试剂盒重复性好,均适用于临床样品的PRV gE抗体检测,但A试剂盒灵敏度高于B试剂盒,而B试剂盒稳定性更高且价格更低。说明生产实践中应对A、B试剂盒的重复性、灵敏度、稳定性和价格因素进行综合考量,合理选择性价比更高试剂盒。
猪伪狂犬病;
gE抗体;
ELISA检测;
灵敏度比较
伪狂犬病(pseudorabies,PR)是由伪狂犬病病毒(pseudorabies virus,PRV)感染猪、牛、羊等多种家畜和野生动物引起的一种高度接触性传染病。猪是该病毒的主要天然宿主、贮存者和传播者[1,2]。猪被感染的典型临床特征是妊娠阶段的母猪出现流产,哺乳仔猪出现高热、神经症状,仔猪流产率高、死亡率高[3],育成阶段的猪表现为体表皮肤瘙痒,出现疹块危及到猪群的健康成长。伪狂犬病在全球养猪业普遍存在[4],我国自1947年首次报道该病以来,已有20多个省(自治区、市)流行过该病,并在许多猪场呈暴发性流行[5],伪狂犬病是现代养猪业要面对的主要病原之一,对生猪养殖业造成的经济损失十分严重[6]。近年来,更有报道认为PRV可引起人眼内炎和脑炎[7-9]。这些发现表明PRV感染是一个潜在的公共卫生风险,不仅限于养猪业。因此,研究猪伪狂犬gE抗体ELISA检测试剂盒的效果对猪伪狂犬病的检测与净化刻不容缓。陈伟杰、董雅琴等研究者曾对市场上的一些PR gE抗体检测试剂盒进行了比较分析,给出了一定的建议。其中,陈伟杰等[10]侧重于对不同试剂盒之间检测结果的一致性进行评价,董雅琴等[11]侧重于比较分析各试剂盒敏感性、特异性以及试验结果的重复性与准确性。杨涛[1]、陆江[12]等均对进口试剂盒进行比较研究。段群棚[13]、宋诗川[5]等均采用进口试剂盒进行检测。目前没有研究对市场上广泛使用的外国和国产品牌的检测灵敏度、稳定性、符合率及价格等方面进行系统地比较分析,忽略了国产试剂盒的重要性。本研究从试剂盒的检测灵敏度、稳定性、符合率及价格等方面进行比较分析,为养猪生产实践中选择更合理PRV gE抗体ELISA检测试剂盒提供依据。
南宁市某规模养殖场送检的12份临床背景清楚的待检血清样品和实验室留样保存的3份血清样品。
A厂家生产的PRV gE 抗体试剂盒(批号为AT 069,阻断ELISA),简称A试剂盒;
B厂家生产的PRV gE 抗体试剂盒(批号为EP 0621017,阻断ELISA),简称B试剂盒。
恒温培养箱(型号为DHP-9162),购自上海齐欣科学仪器有限公司;
酶标仪(型号为F50),购自帝肯(上海)贸易有限公司。
2.1.1待检血清样品的检测
将12份待检血清按顺序编号,按照试剂盒说明书要求分别用A、B两种试剂盒进行检测,计算其符合率(指A、B试剂盒检测同一样品同时定性为阳性或阴性数量之和除以检测总数)和阳性率。
2.1.2留样血清样品的检测
3份留样血清样品经梯度稀释后用A、B试剂盒检测,共设置平行实验3次,对两种试剂盒的重复性和灵敏度进行评估;
对3份样品不同稀释度的3个结果(OD值)计算变异系数(CV=平均值/标准差),再计算每个样品的平均变异系数,以衡量两种试剂盒的稳定性。
计算公式:S/N值=样品OD值/阴性对照OD值
A试剂盒判定标准:S/N值≤0.6为阳性,S/N值>0.7为阴性,S/N值在0.6~0.7判为可疑。
B试剂盒判定标准:S/N值≤0.6为阳性,S/N值>0.6为阴性。
用A、B试剂盒对12份待检血清样品的gE抗体进行检测,结果显示样品3、样品6、样品7、样品8四份样品均为阳性,其余样品均为阴性,阳性率均为33.3%(见表1);
12份样品中同时为阳性的样品有4份,同时为阴性的样品有8份,无可疑项,故两种试剂盒的符合率为100%(见表2)。
表1 A、B试剂盒对待检血清样品的检测结果
表2 A、B试剂盒对待检血清样品的检测结果的符合率
用A、B试剂盒检测三份留样血清样品,结果均显示样品1、样品3为阳性,样品2为阴性(见表3至表4)。用A试剂盒检测样品1和样品3,检出显示阳性的最低稀释度分别为1∶64和1∶16;
用B试剂盒检测样品1和样品3,检出显阳性的最低稀释度分别为1∶32和1∶8;
(见图1和图3)故判断A试剂盒检测灵敏度更高,A、B试剂盒均能有效检出样品2为阴性(见图2)。A、B试剂盒各稀释度的平均变异系数都小于10%,说明其重复性良好,B试剂盒各稀释度平均变异系数均小于A试剂盒,说明其重复性最好,稳定性最高(见图4)。
表3 A试剂盒对留样血清样品的检测结果(n=3)
注:S/N值取X±S,其中X为三次平行试验S/N值的平均值;
S为三次平行试验S/N值的标准偏差。
表4 B试剂盒检测结果(n=3)
注:S/N值取X±S,其中X为三次平行试验S/N值的平均值;
S为三次平行试验S/N值的标准偏差。
图1 样品1检测结果
注:S/N值低于0.6判定为阳性,下同。
图2 样品2检测结果
图3 样品3检测结果
图4 留样血清检测结果的变异系数比较
目前,国内基本上是通过PRV gE基因缺失疫苗配合gE-ELISA检测试剂盒来剔除野毒感染猪,并加强猪场生物安全措施、引种监测、严防新毒株的传入,开展猪伪狂犬病的控制与净化工作[14]。gE基因是PRV的非必需基因,PRV缺失gE基因后,病毒毒力降低,但不会影响病毒的复制扩增和免疫原性[15],因此gE基因是PRV一个良好的标记基因,目前市面上广泛使用的PRV疫苗,就是利用这个原理,缺失了gE基因降低了PRV的病毒毒力,但保留了原毒株的免疫原性[16,17],因此在疫苗免疫后检测不到gE抗体;
而PRV所有野毒株有gE基因,在被PRV野毒感染的猪体内能检测到gE蛋白,这为利用分子生物学和血清学方法进行PRV 野毒感染和gE基因缺失疫苗鉴别诊断提供了条件[18]。国内大多猪场只使用gE基因缺失的伪狂犬疫苗,故利用gE抗体检测来区分养殖场是否被PRV野毒感染。
当前PR的传播给国内养猪业造成了巨大的经济损失,而对PR野毒的及时检出,是猪场制定有效治疗和防控措施的关键。由于PRV gE基因缺失疫苗被广泛应用,通过对猪血清中PRV gE抗体的检测,可判断猪场是否存在野毒感染。此方法也是目前猪场进行PR诊断和净化重要且有效的手段。目前检测gE蛋白特异性抗体的方法主要有病毒中和试验(VNT)、酶联免疫吸附试验(ELISA)、乳胶凝集试验(LAT)。其中,VNT因不适宜于大面积的临床诊断与筛查而难以在实际生产中[19,20];
LAT具有较高的可靠性,但其较复杂的操作方法也限制了它的广泛应用[21]。生猪养殖场普遍采用的是基于阻断ELISA原理的gE蛋白特异性抗体检测试剂盒,具有操作简单、通量高等优势,备受临床从业人员的青睐[22]。但各厂家的试剂盒在质量和价格上存在较大差异,因此,如何选择准确的诊断试剂盒是目前普遍存在的问题。
本试验通过对12份待检血清样品和3份留样血清样品的全面检测,发现两种试剂盒对待检血清样品的检出率均为33.3%,符合率为100%,均适用于临床样品的PRV gE抗体检测。但是通过稀释留样血清样品的检测和平行试验发现,A试剂盒的灵敏度高于B试剂盒,但B试剂盒稳定性更高且价格更低。此外,本试验A试剂盒符合率与杨涛等[1]结果相似,与其他厂家生产的试剂盒相比有较高的符合率,gE抗体阳性率33.3%与段群棚等[13]的检测结果相符;
比宋诗川检测结果偏高,可能是本试验样品数量较少或与猪场间PRV防控水平差异相关,也可能是与gE抗体阳性率呈上升趋势有关[5]。陆江等[12]直接将A试剂盒的检测数据作为标准,评价其他厂家的试剂盒,表现出A试剂盒具有良好的检测效果。B试剂盒检测结果与董雅琴等的数据有所差别,可能是不同批次间重复性较差[11]。
综上所述,A、B试剂盒检测结果高度一致,均可应用于临床检测。而A试剂盒是经过我国农业部注册的PRV进口诊断产品,灵敏度更高,同时其操作方法也列入了农业部的行业标准,质量经过了严格的检验,在国内和国际上都被高度认可;
B试剂盒为常用国产诊断产品,在试剂盒成本上更具优势,且稳定性更佳,若要对PRV野毒抗体进行持续监测,就需试剂盒具备较好的稳定性,以保证监测数据的可靠性,这时应选择B试剂盒。若用于PR净化则建议使用灵敏度较高的A试剂盒,但A试剂盒成本更高,临床检测需综合考量。
[1]杨涛,李谓娟. Kappa检验比较2种猪伪狂犬病gE抗体ELISA检测试剂盒[J]. 福建畜牧兽医,2015,37(6): 11-13.
[2]陈伟杰,周彩琴,黄怡君,等. 检测猪伪狂犬病抗体的3种ELISA试剂盒的比较分析[J]. 猪业科学,2008(8): 96-97.
[3]WU Q, ZHANG H, DONG H, et al. Seroprevalence and risk factors associated with Pseudorabies virus infection in Tibetan pigs in Tibet[J]. BMC Veterinary Research, 2018, 172: 14.
[4]刘涛,王瑞,曲哲会,等. 2014—2016年豫南地区规模化猪场猪主要病毒性传染病流行病学调查分析[J]. 黑龙江畜牧兽医,2018(20): 106-108.
[5]宋诗川. 广西地区猪伪狂犬病血清流行病学调查[J]. 今日畜牧兽医,2020,36(6): 2,9.
[6]MA Z, HAN Z, LIU Z, et al. Epidemiological investigation of porcine pseudorabies virus and its coinfection rate in Shandong province in China from 2015 to 2018[J]. Journal of Veterinary Science, 2020, 21(3): E36.
[7]AI J W, WENG S S, CHENG Q, et al. Human endophthalmitis caused by pseudorabies virus infection, China, 2017[J]. Emerging Infectious Diseases, 2018, 24(6): 1087-1090.
[8]YANG X, GUAN H, LI C, et al. Characteristics of human encephalitis caused by pseudorabies virus: A case series study[J]. International Journal of Infectious Diseases, 2019, 87: 92-99.
[9]WONG G, LU J, ZHANG W, et al. Pseudorabies virus: A neglected zoonotic pathogen in humans[J]. Emerging Microbes and Infections, 2019, 8(1): 150-154.
[10] 陈伟杰,赵灵燕,周彩琴,等. 3种ELISA试剂盒检测猪伪狂犬病gE抗体的比较[J]. 畜牧与兽医,2009,41(11): 57-59.
[11] 董雅琴,刘爽,郑辉,等. 三种伪狂犬病病毒gE抗体ELISA检测试剂盒的比较[J]. 中国动物检疫,2017,34(11): 79-81,88.
[12] 陆江,叶志树,米树运,等. 试剂盒的检测结果比较三种猪伪狂犬病毒gE抗体诊断[J]. 四川畜牧兽医,2017, 44(4): 32-33.
[13] 段群棚,秦毅斌,卢冰霞,等. 2013—2016年广西部分规模猪场猪伪狂犬病gE抗体检测分析[J]. 中国动物传染病学报,2018,26(05): 77-81.
[14] 向敏,夏瑜,王定发,等. 猪伪狂犬病最新研究进展[J]. 湖北农业科学,2020,59(23): 20-23,31.
[15] 肖亚朋,龙进学,党占国,等. 两种猪伪狂犬病gB抗体检测ELISA试剂盒的应用比较[J]. 养猪,2015(4): 3-4.
[16] EGAWA K, SHIMOJIMAL M, TANIGUCHI S, et al. Virulence, pathology, and pathogenesis of Pteropine orthoreovirus (PRV) in BALB/c mice: Development of an animal infection model for PRV[J]. PLoS Neglected Tropical Diseases, 2017, 11(12): e0006076.
[17] PEDERSEN K I, BEVINS S N, BAROCJ J A, et al. Pseudorabies in feral swine in the United States, 2009-2012[J]. Journal of Wildlife Diseases, 2013, 49(3): 709-713.
[18] 马力,杨丽梅,徐倩倩,等. 猪伪狂犬病病毒gE蛋白在野毒诊断中的应用进展[J]. 中国畜牧兽医,2014, 41(2): 249-253.
[19] EN F X, WEI X, JIAN L, et al. Loop-mediated isothermal amplification establishment for detection of pseudorabies virus[J]. Journal of Virological Methods, 2008, 151(1): 35-39.
[20] ZHANG C F, CUI S J, ZHU C. Loop-mediated isothermal amplification for rapid detection and differentiation of wild-type pseudorabies and gene-deleted virus vaccines[J]. Journal of Virological Methods, 2010, 169(1): 239-243.
[21] PENSAERT M, LABARQUE G, FAVOREEl H, et al. Aujeszky"s disease vaccination and differentiation of vaccinated from infected pigs[C]. International Conference on Control of Infectious Animal Diseases by Vaccination, 2004.
[22] WANG Y B, LI Y H, LI Q M, et al. Development of a blocking immunoperoxidase monolayer assay for differentiation between pseudorabies virus-infected and vaccinated animalss[J]. Polish Journal of Veterinary Sciences, 2019, 22(4): 717-723.
Effect Evaluation of Two ELISA Kits for Detecting gE Antibody in Swine Pseudorabies
Objective: To evaluate the detection effect of ELISA kit for gE antibody of swine pseudorabies A and B, and to provide a basis for selection of ELISA kit for gE antibody of swine pseudorabies. Methods: 12 serum samples were tested and the coincidence rate and positive rate of kit A and B were calculated; the repeatability, sensitivity and stability of the two kits were evaluated by gradient dilution of 3 retention serum samples and parallel test. Results: The positive rate of samples was 33.3% and the coincidence rate was 100% when tested with two kinds of kits; through the detection of diluted serum samples and parallel test, it was found that the lowest dilution of positive results were 1∶64 and 1∶16 respectively when two samples were detected with kit A; two samples were tested with kit B, and the minimum dilution of positive reaction was 1∶32 and 1∶8, respectively. Conclusion: The two kits have good repeatability and are suitable for the detection of PRV gE antibody in clinical samples. However, the sensitivity of kit A is higher than that of kit B, while kit B has higher stability and lower price. It indicates that the repeatability, sensitivity, stability and price factors of A and B reagent kits should be comprehensively considered in production practice, and a more cost-effective kit should be reasonably selected.
swine pseudorabies; gE antibody; ELISA test; sensitivity comparison
S828
A
1008-1151(2022)12-0039-04
2022-09-23
南宁市优秀青年科技创新创业人才培育项目(RC20190102)。
陈滢锴(1998-),男,四川宜宾人,广西大学在读硕士研究生,研究方向为动物疾病快速检测。
王金子(1982-),男,黑龙江齐齐哈尔人,广西民族大学海洋与生物技术学院副教授,博士,硕士生导师,研究方向为微生物资源利用;
齐豫川(1991-),男,河南郑州人,中国科技开发院广西分院工程师,硕士,研究方向为分子生物学。
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